Pancreapedia

Symbole du gène : RNASE1

1. Généralités

La ribonucléase pancréatique également appelée ribonucléase A (RNase A) ou ribonucléase 1 (RNase1) est une enzyme qui catalyse la dégradation de l’ARN et joue un rôle dans la digestion de l’ARN chez les vertébrés. Les premiers travaux se sont concentrés sur la RNase pancréatique bovine en raison de la grande quantité présente dans le pancréas. Elle a été décrite comme l’enzyme la mieux étudiée du 20e siècle, quatre prix Nobel ayant été décernés pour l’étude de cette protéine (20). En raison des niveaux élevés présents dans le pancréas bovin, la RNase1 a été historiquement considérée comme une enzyme digestive mais peu utile chez l’homme et les autres mammifères non-ruminants (2) où elle existe à des concentrations beaucoup plus faibles. Cependant, la digestion de l’ARN se produit dans l’intestin de toutes les espèces et on sait maintenant que la RNase1 et d’autres membres de sa superfamille ont des fonctions supplémentaires dans la défense de l’hôte qui seront discutées plus tard.

Structure et mécanisme d’action

La RNase1 bovine a été purifiée et cristallisée par Kunitz en 1939 (16) et séquencée par Smyth, Stein et Moore en 1963 (30). Elle contient 124 acides aminés, un poids moléculaire calculé de 13 683 et un excès de résidus basiques conduisant à un point isoélectrique de 8,5 – 9,0. Elle contient quatre liaisons disulfure et a été utilisée comme modèle pour étudier le repliement des protéines (22). Elle est également glycosylée sur les résidus d’asparagine, la forme glycosylée étant initialement appelée RNase B. En raison de la glycosylation et de la structure tertiaire, elle passe sur la plupart des gels SDS à 18 ou 19 kDa. La RNase 1 porcine contient 125 acides aminés (26) ; la RNase 1 humaine contient 3 acides aminés de plus à l’extrémité carboxyle que la RNase1 bovine (4). La RNase1 bovine a été la première enzyme dont la structure tridimensionnelle a été déterminée. Elle a la forme générale d’un haricot rouge avec le site actif dans la fente contenant His12, His119, et Lys41 (25). D’autres sites de liaison non catalytiques aident l’enzyme à former un complexe avec son substrat polymère. La RNase1 catalyse l’hydrolyse des liaisons 3′,5′-phosphodiester dans l’ARN simple brin lorsque la base du côté 3′ est une pyrimidine (7, 11, 23). Le processus est généralement représenté comme se déroulant en deux étapes, la première impliquant la formation d’un phosphodiester cyclique et la seconde son hydrolyse (23). La RNase 1 n’hydrolyse pas l’ADN car elle ne possède pas de groupe 2′-OH. Cela lui permet d’être utilisée pour éliminer la contamination de l’ADN par l’ARN. Elle est également utilisée dans les tests de protection contre les ribonucléases. La RNase 1 forme des dimères par échange de domaines des extrémités aminées par la formation de liaisons sulfhydryles de manière à maintenir actif chaque site actif (18). Tout en conservant la fonction hydrolytique, les dimères acquièrent une activité biologique supplémentaire avec des dimères, trimères et tétramères possédant une activité antitumorale

Superfamille des ribonucléases A

Le génome humain code pour 122 ribonucléases distinctes. La superfamille des ARNse A est constituée de huit ribonucléases « canoniques » ayant une activité enzymatique et une homologie structurelle avec la RNase A (15). Toutes sont des protéines sécrétoires qui partagent une structure tertiaire à liaison disulfure et sont capables de dégrader l’ARN. Toutes sont codées dans une région étroite du chromosome 14 chez l’homme et la souris (27) et on pense qu’elles proviennent d’une duplication de gènes (3, 31). Bien que le gène contienne plusieurs exons, la région codante est constituée d’un seul exon. La compréhension de leur rôle physiologique est incomplète mais la plupart sont importants pour la défense de l’hôte et l’angiogenèse ainsi que pour la digestion (9). Le premier membre à être décrit est la RNase 1 qui, en plus d’être une enzyme pancréatique, est produite dans une variété de cellules, y compris les cellules endothéliales vasculaires où, après sécrétion, elle dégrade l’ARN polymère vasculaire et a une activité anti-HIV-1 (15). Les RNases 2 et 3 sont des protéines sécrétées par les éosinophiles, appelées respectivement neurotoxine dérivée des éosinophiles (EDN) et protéine cationique des éosinophiles (ECP) (15). La RNase 4 est présente dans de nombreux tissus, mais son rôle physiologique n’est pas clair. La RNase 5, également connue sous le nom d’angiogénine, induit la croissance des vaisseaux sanguins (10). La RNase 7 est la RNase la plus abondante dans la peau tandis que la RNase 8 est exprimée dans le placenta (15). D’autres gènes du groupe sont liés aux ribonucléases (RNase 9 à 13) mais leurs protéines présentent des mutations empêchant l’activité RNase. Certaines des RNases sécrétées ou leurs oligomères peuvent entrer dans les cellules et exercer des effets cytotoxiques notamment sur les cellules tumorales.

Inhibiteur de ribonucléase

L’inhibiteur de ribonucléase (RI) mammalien est une protéine cytosolique de 50 KDa qui se lie avec une grande affinité et une stœchiométrie 1:1 à la ribonucléase pancréatique, l’inactivant ainsi (8, 17). Elle est particulièrement abondante dans le placenta et le foie et a été utilisée pour purifier la RNase. Il inhibe tous les membres de la famille de la RNase A. Sa structure tridimensionnelle est celle d’un fer à cheval qui contient des répétitions riches en leucine. Bien que son rôle biologique ne soit pas clair, elle devrait se lier et inactiver tout membre de la famille RNase A s’échappant de la voie sécrétoire et pénétrant dans le cytoplasme.

2. Rôle de la ribonucléase dans le pancréas

La plupart des cellules contiennent des concentrations millimolaires de ribonucléotides mais seulement des concentrations micromolaires de désoxyribonucléotides (5). L’alimentation contient donc un mélange de ribonucléoprotéines, d’ARN et de ribonucléotides. Les nucléoprotéines sont décomposées par la protéase pancréatique. Selon les manuels, les acides nucléiques alimentaires sont décomposés par la RNase et la DNase pancréatiques dans l’intestin. Une étude récente, cependant, a montré que la pepsine dans l’estomac hydrolyse également l’acide nucléique, donc cette digestion commence là (19). Les aliments riches en ribonucléoprotéines comprennent les abats, les fruits de mer et les légumineuses (5).

La RNase pancréatique (RNase 1) est présente dans tous les pancréas des vertébrés mais sa quantité varie beaucoup (2). Les mammifères avec de grandes quantités comprennent les ongulés, les rongeurs et les marsupiaux herbivores. Chez la vache, la RNase représente 20 % de l’enzyme digestive ; on pense que cette exigence est due à la grande charge d’ARN produite par les bactéries lors de la fermentation ruminale. Chez d’autres espèces, dont l’homme, le chien, le chat et les vertébrés inférieurs, la RNase est présente en quantités beaucoup plus faibles et ne représenterait que 0,5 à 1 % des enzymes pancréatiques. Bien que peu d’études existent, la RNase pancréatique de toutes les espèces semble décomposer l’acide nucléique alimentaire dans la lumière intestinale en nucléotides qui sont ensuite décomposés par la phosphatase alcaline intestinale et la 5’nucléotidase en nucléosides et bases azotées libres. Par conséquent, la digestion des acides nucléiques comporte une phase luminale et une phase en brosse. Ces produits sont absorbés par les entérocytes mais la plupart sont excrétés dans l’urine ; certains sont utilisés pour la resynthèse principalement à l’état de jeûne (13, 21, 29). Normalement, 80 à 90% des nucléotides sont absorbés et ceux-ci peuvent devenir essentiels dans certaines maladies ou périodes d’apport limité ou de croissance rapide (5).

La ribonucléase est synthétisée dans les cellules acineuses par le RE rugueux, pliée et conditionnée en granules de zymogène à partir de 20 jours de gestation chez le rat (33). Le repliement se produit beaucoup plus rapidement dans les cellules par rapport à la protéine isolée et, à l’exception d’une petite quantité de dimère, toute protéine qui ne se termine pas sous forme de monomère replié est dégradée (12). Elle est sécrétée dans le milieu parallèlement à d’autres enzymes digestives par les lobules et acini pancréatiques stimulés par la CCK ou des analogues cholinergiques (14, 24, 28). La synthèse de la RNase 1 est réduite de 50% dans le diabète expérimental mais beaucoup moins que la diminution pour l’amylase.

3. Outils pour l’étude de la Ribonucléase1

a. Anticorps

Biocompare (www.biocompare.com) répertorie 394 anticorps anti-ribonucléase provenant de 32 fournisseurs. Certains sont spécifiques à une espèce tandis que d’autres sont spécifiques à la RNase1 ou à d’autres membres de la famille. Nous n’avons testé aucun de ces anticorps.

b. Activité ribonucléase

Les premiers essais de ribonucléase utilisaient l’hydrolyse de l’ARN de levure ; nous avons utilisé un essai décrit par Anfinsen (1) pour mesurer la sécrétion de ribonucléase pancréatique par des acini pancréatiques isolés de rat (24). Ces essais ne sont cependant pas spécifiques pour la RNase1 et ont fonctionné pour l’étude de la sécrétion acineuse pancréatique parce que la RNase1 est la forme majeure présente dans les acini pancréatiques. Un test a également été décrit en utilisant l’hydrolyse de la cytidine 2′-3′-phosphate (6). Récemment, un dosage quantitatif par fluorescence a été développé, basé sur la liaison du bromure d’éthidium à l’ARN de levure (32).

4. Références

  1. Anfinsen CB, Redfield RR, Choate WL, Page J, et Carroll WR. Études sur la structure brute, les réticulations et les séquences terminales de la ribonucléase. J Biol Chem 207 : 201-210, 1954. PMID : 13152095
  2. Barnard EA. Fonction biologique de la ribonucléase pancréatique. Nature 221 : 340-344, 1969. PMID : 4974403
  3. Beintema JJ, et Kleineidam RG. La superfamille des ribonucléases A : discussion générale. Cell Mol Life Sci 54 : 825-832, 1998. PMID : 9760991
  4. Beintema JJ, Wietzes P, Weickmann JL, et Glitz DG. La séquence d’acides aminés de la ribonucléase pancréatique humaine. Anal Biochem 136 : 48-64, 1984. PMID : 6201087
  5. Carver JD, et Walker, WA. Le rôle des nucléotides dans la nutrition humaine. J Nutr Biochem 6 : 58 – 72, 1995.
  6. Crook EM, Mathias AP, et Rabin BR. Dosage spectrophotométrique de la ribonucléase pancréatique bovine par l’utilisation de la cytidine 2′:3′-phosphate. Biochem J 74 : 234-238, 1960. PMID : 13812977
  7. Cuchillo CM, Nogues MV, et Raines RT. La ribonucléase pancréatique bovine : cinquante ans du premier mécanisme de réaction enzymatique. Biochimie 50 : 7835-7841, 2011. PMID : 21838247
  8. Dickson KA, Haigis MC, et Raines RT. Inhibiteur de ribonucléase : structure et fonction. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol 80 : 349-374, 2005. PMID : 16164979
  9. Dyer KD, et Rosenberg HF. La superfamille des RNases a : génération de la diversité et défense innée de l’hôte. Mol Divers 10 : 585-597, 2006. PMID : 16969722
  10. Fett JW, Strydom DJ, Lobb RR, Alderman EM, Bethune JL, Riordan JF, et Vallee BL. Isolation et caractérisation de l’angiogénine, une protéine angiogénique provenant de cellules de carcinome humain. Biochimie 24 : 5480-5486, 1985. PMID : 4074709
  11. Findlay D, Herries DG, Mathias AP, Rabin BR, et Ross CA. Le site actif et le mécanisme d’action de la ribonucléase pancréatique bovine. Nature 190 : 781-784, 1961. PMID : 13699542
  12. Geiger R, Gautschi M, Thor F, Hayer A, et Helenius A. Folding, quality control, and secretion of pancreatic ribonuclease in live cells. J Biol Chem 286 : 5813-5822, 2011. PMID : 21156800
  13. Ho CY, Miller KV, Savaiano DA, Crane RT, Ericson KA, et Clifford AJ. Absorption et métabolisme des purines administrées par voie orale chez les rats nourris et à jeun. J Nutr 109 : 1377-1382, 1979. PMID : 458492
  14. Iwanij V, et Jamieson JD. Analyse biochimique des protéines sécrétoires synthétisées par le pancréas normal du rat et par les cellules tumorales acineuses pancréatiques. J Cell Biol 95 : 734-741, 1982. PMID : 6185502
  15. Koczera P, Martin L, Marx G, et Schuerholz T. The Ribonuclease A Superfamily in Humans : Les RNases canoniques comme contrefort de l’immunité innée. Int J Mol Sci 17 : 2016. PMID : 27527162
  16. Kunitz M. Ribonucléase cristalline. J Gen Physiol 24 : 15-32, 1940. PMID : 19873197
  17. Lee FS, et Vallee BL. Structure et action de l’inhibiteur de la ribonucléase (angiogénine) de mammifères. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol 44 : 1-30, 1993. PMID : 8434120
  18. Libonati M. Actions biologiques des oligomères de la ribonucléase A. Cell Mol Life Sci 61 : 2431-2436, 2004. PMID : 15526151
  19. Liu Y, Zhang Y, Dong P, An R, Xue C, Ge Y, Wei L, et Liang X. La digestion des acides nucléiques commence dans l’estomac. Sci Rep 5 : 11936, 2015. PMID : 26168909
  20. Marshall GR, Feng JA, et Kuster DJ. Back to the future : ribonuclease A. Biopolymers 90 : 259-277, 2008. PMID : 17868092
  21. McAllan AB. La dégradation des acides nucléiques dans, et l’élimination des produits de dégradation de l’intestin grêle des bœufs. Br J Nutr 44 : 99-112, 1980. PMID : 6158999
  22. Moore S, et Stein WH. Structures chimiques de la ribonucléase et de la désoxyribonucléase pancréatiques. Science 180 : 458-464, 1973. PMID : 4573392
  23. Nogues MV, Vilanova M, et Cuchillo CM. La ribonucléase A du pancréas bovin comme modèle d’enzyme à sites multiples de liaison au substrat. Biochim Biophys Acta 1253 : 16-24, 1995. PMID : 7492594
  24. Otsuki M, et Williams JA. Effet du diabète sucré sur la régulation de la sécrétion d’enzymes par les acini pancréatiques isolés de rat. J Clin Invest 70 : 148-156, 1982. PMID : 6177717
  25. Raines RT. Ribonuclease A. Chem Rev 98 : 1045-1066, 1998.
  26. Reinhold VN, Dunne FT, Wriston JC, Schwarz M, Sarda L, et Hirs CH. L’isolement de la ribonucléase porcine, une glycoprotéine, à partir du jus pancréatique. J Biol Chem 243 : 6482-6494, 1968. PMID : 5715511
  27. Samuelson LC, Wiebauer K, Howard G, Schmid RM, Koeplin D, et Meisler MH. Isolation du gène de la ribonucléase murine Rib-1 : structure et expression spécifique au tissu dans le pancréas et la glande parotide. Nucleic Acids Res 19 : 6935-6941, 1991. PMID : 1840677
  28. Scheele GA, et Palade GE. Études sur le pancréas du cobaye. Décharge parallèle des activités enzymatiques exocrines. J Biol Chem 250 : 2660-2670, 1975. PMID : 1123325
  29. Schwenk M, Hegazy E, and Lopez del Pino V. Uridine uptake by isolated intestinal epithelial cells of guinea pig. Biochim Biophys Acta 805 : 370-374, 1984. PMID : 6210111
  30. Smyth DG, Stein WH, et Moore S. The sequence of amino acid residues in bovine pancreatic ribonuclease : revisions and confirmations. J Biol Chem 238 : 227-234, 1963. PMID : 13989651
  31. Sorrentino S. The eight human « canonical » ribonucleases : molecular diversity, catalytic properties, and special biological actions of the enzyme proteins. FEBS Lett 584 : 2194-2200, 2010. PMID : 20388512
  32. Tripathy DR, Dinda AK, et Dasgupta S. Un test simple pour l’activité ribonucléase des ribonucléases en présence de bromure d’éthidium. Anal Biochem 437 : 126-129, 2013. PMID : 23499964
  33. Van Nest GA, MacDonald RJ, Raman RK, et Rutter WJ. Protéines synthétisées et sécrétées au cours du développement du pancréas du rat. J Cell Biol 86 : 784-794, 1980. PMID : 7410479

Leave a Reply

Laisser un commentaire

Votre adresse e-mail ne sera pas publiée.